本期專文要來跟大家討論的話題是核糖核酸(RNA)的萃取，看到這里各位心中可能已經起了疑問: RNA 萃取不是很簡單嗎?只要照著標準步驟操作，加一加試劑就完成了，有必要大費周章特地開篇幅來談這件事嗎?其實越簡單的東西遇到困難時就越難解，各位看倌就請耐著性子，聽我們娓娓道來。

Lab 的經驗和客戶的難題
以華聯(lián)基因體實驗室的長期以來承接客戶RNA檢體的經驗來說，我們經常遇到的問題是(1)RNA的總量不夠，(2)RNA有嚴重的鹽類污染，(3)RNA有嚴重的有機溶劑污染，(4)DNA污染及(5)樣品降解嚴重(圖一圖二)。前四項問題都還好解決，只需要再次萃取或進行純化即可解決，但是樣品降解就較為棘手，常常因重新準備檢體一來一往，耗掉不少心力和時間，最后也拿不到好的結果。
客戶經常會問為什么執(zhí)行芯片實驗會如此要求RNA質量呢?而其他的檢測方法如實時定量聚合連鎖反應(Real-time Quantitative Polymerase Chain Reaction, Q-PCR) 卻不需要?
回答這個問題前就要從實驗的原理說起，簡單的講Q-PCR的檢測原理是針對要檢測的基因，設計一對基因特異性的引子，透過反轉錄反應(RT)配合PCR的放大方式和及時偵測放大的產物量，藉以回推原始的RNA含量；而RT的方式主要是采用隨機引子(Random_primer)、進行互補DNA (cDNA)的翻制，因此即便RNA有些微裂解，作為模板的RNA也可以忠實的被翻制成cDNA。但是芯片實驗進行，主要是以放大和訊息RNA(mRNA)完全配對的互補RNA(cRNA) ，再進行雜合反應，此步驟必須利用poly(dT)- T7啟動子序列和訊息RNA的poly(A)結合后，將T7啟動子序列連帶的鑲入反轉錄的cDNA的5端，再經由T7啟動子驅動試管內反轉錄反應，生合成反股的cRNA，再進行后續(xù)的芯片雜交的實驗?？上攵绻鸕NA有降解嚴重的現(xiàn)象，表示許多mRNA并不能忠實的被放大因此會產生許多偽陰性的結果。至此讀者心中可能就有一個概念了，假設Q-PCR和芯片被應用在瞎子摸象的故事情節(jié)中，用Q-PCR的人只要能摸到大象的耳朵就可以說這里有大象，透過計算耳朵的數(shù)量就可以計算大象的數(shù)量；但是用芯片實驗方法的人，必須先確認所摸到的個體具備大象的完整特征，才能確確實實的說這里有一只大象。這也就說明了為何芯片實驗會如此要求RNA的質量。

RNA 萃取的方法有哪些？
除了傳統(tǒng)的純化方法，如 LiCl 沉淀等外，因應RNA研究的龐大需求，目前市面上已有許多琳瑯滿目的RNA萃取套組，供給不同萃取需求目的之研究，而這些產品的設計原理不外乎是利用有機溶劑進行分層萃取如:(1)phenol-chloroform；或利用RNA于酒精中呈現(xiàn)疏水性的特性，進行吸附分離如:(2)吸附性管柱 (Silica column)。一般而言，只要有正確的RNA操作觀念配合正確的步驟，大致上都可以萃取出質量不錯的RNA，但是不同的萃取方法所取得的RNA組成分布會有所不同，因此建議要根據(jù)所要分析的對象RNA，選擇正確的萃取方法或套組，例如:如果要研究小RNA的表現(xiàn)就不可選擇以mRNA為萃取對象的方法。此外，內源核醣核酸分解酶(RNase)含量高的樣品，建議使用含phenol-chloroform的裂解液，以增加去除酶活性的能力。以下我就以TRIzol的操作步驟為例，來跟讀者分享RNA萃取步驟中應注意事項及改善萃取RNA值與量的方法。

器具如何清潔？
RNA萃取過程中，會面臨的最大的敵人就是RNase，RNase是一個非常頑強的RNA分解酶，它幾乎無所不在，在我們所處的環(huán)境中、身體表面甚至細胞內就有內源性的RNase存在。RNase展現(xiàn)活性時不需要輔酶(coenzyme)或輔因子(cofactor)，在變性溶液的環(huán)境下雖然會失去活性，但是當去除變性物質后，仍然會展現(xiàn)些許活性，甚至在低濃度的SDS溶液中仍具有活性，因此能做到有效杜絕去除RNase的污染則RNA的萃取就成功了一半了。因此在操作前的首要工作就是，將所有器械置于180℃的高溫下干烤6小時或更長時間;或者以 3% H2O2 浸泡30 分鐘以上，再以滅過菌的DEPC水沖洗干凈后，用鋁箔包覆滅菌后使用。在操做萃取時必須于清潔、無粉塵飛揚的環(huán)境，如果環(huán)境允許的話，最好在生物柜或化學柜中操作。

樣品如何收集/保存？ 
先前我們提及細胞內存在有內源性RNase，且其表現(xiàn)量在不同種類的組織中差異極大。例如腦組織和心臟組織擁有相對低的內源性RNase，但是胸腺組織和胰臟組織則保有約100,000倍于腦組織的內源RNase。因此動物組織等最好都先用液氮冷凍起來，再進行后續(xù)的處理，不建議直接丟到-80℃冰箱。因為急速冷凍可凍結RNase的活性，但-80℃冷凍算是緩慢降溫，仍會造成部分RNA的降解;如果無法快速冷凍檢體，也可以采用市售的檢體保存液，亦可達到不錯的效果。

如何進行樣品的破碎及均質化？
有關樣品的破碎和均質化，這個步驟的重點應該擺在如何讓有機裂解液快速浸潤檢體，phenol-chloroform可以溶解細胞，連帶的會造成蛋白變性，因此內源性RNase的活性就會去活化;相反的如果無法讓細胞快速裂解使蛋白裸露進而變性，則RNase就會降解RNA，因此如何使不同組織細胞快速裂解，就是一個值得思考調整的課題，也是左右成敗的關鍵。就檢體類型來說，一般培養(yǎng)細胞多為單層細胞不會遇到這樣的問題，萃取較為容易，但是立體的組織進行萃取就會遇到均質化不均的問題進而造成RNA降解。因此低溫的液氮碾磨就是破碎組織最有效的辦法，但是液氮碾磨較為麻煩，如果遇到樣品數(shù)比較多的時候耗時費功效力不彰，但如果條件允許的話，這仍然是一個好方法。但考慮效率和速度，均質機就是一個更好的選擇，但是使用均質機的過程有幾個重點必須注意:(1)速度要快，在RNase展現(xiàn)活性前完成細胞均質化，(2) 避免產熱，以免降解 RNA，(3)不要過度研磨，過度研磨會打斷DNA，造成小片段的DNA污染。此外，在均質裂解細胞的過程中有一個常被會忽略的重點，就是一般細胞和有機裂解液的比例常被忽略，有些操作者會認為多放一些組織就可以得到大量的RNA，但是沒意識到太多的組織和太少的裂解液，造成細胞無法完全被裂解，RNase無法完全被變性，效果反而適得其反，最后RNA嚴重降解。因此如果反應完后均質液太過粘稠無法分層，就必須再加入裂解液。

樣品的離心分層
在phenol-chloroform的萃取方式中，混合液的離心轉數(shù)不可任意調整，應固定于12000g的轉數(shù)，以免因沉降系數(shù)改變造成無法有效分層。當離心完成后可以明顯觀察到檢體分成上面水層及下面有機層，而我們要的RNA就溶解在上面水層中，體積約有500~600μl左右。此時建議用小口徑的 100 或 200μl tip將水溶液分段吸取到干凈的1.5ml的離心管中，而在這個步驟常見的失誤就是:操作的人急于將水層取出而攪動原先的分層;或感覺萃取不易想要多回收一些RNA，于是將水層盡其可能的取出，因而造成吸取到有機溶液和大量的DNA污染(圖三)，造成后續(xù)實驗處理上的困擾甚至實驗失敗，因此強烈建議只萃取7~8成的RNA水溶液進行下一個步驟，俗話說的好，所謂有失必有得，不必為了一顆樹而放棄整片森林，適時的取舍可以確保后續(xù)實驗順利進行。此外一般來說，phenol與水有一定比例的互溶，所以此時的RNA水溶液中仍有一定的phenol殘留，建議一定要再使用chloroform進行一次離心分層去除殘存phenol。

RNA 樣品的沉淀
一般我們會使用乙醇(水溶液:乙醇=1:2.5)或異丙醇(水溶液:異丙醇=1:1)進行RNA沉淀，在效果上并無明顯差異，但是如果已知RNA的含量是少的，則可以使用乙醇沉淀法，并將檢體置于-80℃冰箱間隔一個晚上再做離心的動作，并配合離心時間的增加，如此可增加RNA沉淀的回收率。

RNA 樣品的清洗去除鹽類
為了去除RNA沉淀物中的鹽類，我們可以采用70~75%乙醇進行洗滌，可能的話盡量讓核酸沉淀懸浮起來，最好的是使用兩次洗滌，再將離心管放入離心機中離心，用移液器將殘留的乙醇小心吸掉，稍微抽干或吹干核酸沉淀物使殘存的乙醇揮發(fā)后，再以DEPC水進行回溶。

結語
如果以上所闡訴的部分您都注意到了也改善了，但是仍然不能萃取出好質量的RNA，那或許我們就必須檢視我們的實驗設計是否會導致RNA降解機制的活化，例如:細胞正在經歷細胞凋亡或組織壞死的生理反應;或者處理的藥物會直接引起RNA降解等，如果是那可能就要作實驗設計修正或下修對RNA質量的要求。